Международный,
независимый фермерский портал

Искусственная стимуляция размножения рыб

Страницы: 1
RSS
Искусственная стимуляция размножения рыб
 
Физиология и токсикология гидробионтов. 1990. Ярославль: Ярославск. гос. ун-т. С.24-29.
УДК 639.37:591.147
С.Б. Подушка, С.В. Николаев
СТИМУЛЯЦИЯ ОВУЛЯЦИИ ИКРЫ У САМОК ВЬЮНА СИНТЕТИЧЕСКИМИ АНАЛОГАМИ ЛЮЛИБЕРИНА
В 1971 г. из экстрактов гипоталамусов свиньи был выделен люлиберин и определена структура его молекулы [10], после этого во многих странах начались интенсивные работы по синтезу и изучению биологических свойств аналогов этого соединения. В рыбоводстве люлиберин и его синтетические препараты представляют интерес прежде всего как заменители гипофизарных экстрактов, традиционно используемых для стимуляции овуляции и спермиации у различных видов рыб. Список испытанных в этом плане аналогов люлиберина и видов рыб постоянно увеличивается, однако получаемые результаты не всегда однозначны.
В настоящей работе проверяли способность двух синтетических аналогов люлиберина отечественного производства стимулировать созревание и овуляцию икры у самок вьюна Misgurnus fossilis. Первый аналог – сурфагон – синтезирован в лаборатории синтеза пептидов Института экспериментальной кардиологии ВКНЦ АМН СССР. Аналог был испытан на ряде видов рыб и оказался эффективным для стимуляции овуляции и спермиации у осетровых [2, 3]. Второй препарат, использованный нами, – новый синтетический аналог люлиберина, полученный на кафедре химии природных соединений Ленинградского университета. В настоящей работе этот аналог обозначается как а-ЛГРГ.
Материал и методика
Вьюны для опытов были получены в январе 1986, 1987 и 1988 гг. из подледных уловов в водоемах Новгородской области. До начала опытов рыбу содержали в холодильнике при температуре 2–6 °С. Были испытаны однократные инъекции аналогов люлиберина одновременно с введением пимозида и резерпина и без них. Источником пимозида служил препарат орап (Гедеон Рихтер А.О., Венгрия), резерпин – отечественного производства.. Таблетки орапа и резерпина толкли в фарфоровой ступке, затем добавляли воду я полученную суспензию использовали для инъекций. Аналоги люлиберина вводили в виде водного раствора. Все инъекции делали внутрибрюшинно. Масса вьюнов варьировала от 30 до 120 г. Каждую дозу испытывали, как правило, на группе из трех – пяти рыб, в которую включали мелких, средних и крупных самок. На наличие текучей икры вьюнов проверяли ежедневно в течение семи суток после инъекции.
Результаты опытов и их обсуждение
Тестирование сурфагона было проведено в марте - апреле 1986 г. В опыте 29 марта были использованы самки вьюна, высаженные из холодильника за две недели до инъецирования в аквариумы с водой, имеющей температуру 18 °С. При такой же температуре рыбы находились и после инъекций. Дозы сурфагона 40 и 10 мкг (c пимозидом и без него) вызвали овуляцию у всех самок через двое суток. В опыте 4 апреля были использованы вьюны, переведенные в условия высокой температуры за сутки до инъекции. После введения рыбам 1 мкг сурфагона овуляция не произошла, а после введения 10 мкг созрела одна самка из трех, причем через трое суток.
Препарат а-ЛГРГ тестировали в 1986 к 1987 гг. В большинстве случаев использованы вьюны, переведенные из холодной воды в теплую за сутки-двое до инъекций. Овуляция икры произошла лишь в двух случаях: у одной из трех рыб в группе вьюнов, инъецированных наибольшей из испытанных доз, и у одной из двух самок, высаженных из холодильника заранее. В обоих случаях созревание произошло через трое суток. Совместное с а-ЛГРГ введение пимозида или резерпина существенно повышало количество созревающих самок. При этом отмечено, что в группах рыб, которым был введен пимозид в дозе 200 мкг или резерпин в дозе 150 мг, овуляция икры произошла через двое суток, а при более низких дозировках — через трое.
 
Искусственная стимуляция размножения рыб
Совершенствование биотехники воспроизводства и выращивания ценных промысловых и редких экзотических рыб привело к внедрению в практику рыборазведения интенсивных методов, основанных на:
- гормонотерапии
- искусственной стимуляции созревания производителей гормональными и другими препаратами сходного действия с дальнейшим получением от них полноценных половых продуктов;
- заводском (массовом) методе инкубации оплодотворенной икры в специальных инкубационных аппаратах;
- подращивании молоди и выращивании товарной рыбы в аквасистемах различных масштабов и конструкций с замкнутым циклом регенерации воды.
Наибольшую актуальность на современном этапе приобретают методы получения зрелых продуктов от рыб, по тем или иным причинам (недостаточная изученность среды их обитания, физиологических нарушений, стрессов и т. д.) не созревающих естественным образом.
 
Методика дополнительного гормонального воздействия на таких незрелых производителей позволяет решить эту непростую задачу. Кроме того, гормональная стимуляция значительно облегчает проведение акклиматизационных и племенных работ в промышленном рыбоводстве, гибридизацию рыб, помогает понять механизм нереста малоизученных видов, определить инкубационный период развития, плодовитость, получить исчерпывающие сведения об эмбриогенезе, поведении молоди и др.
В организме рыб естественный процесс перехода в нерестовое состояние осуществляется в результате воздействия на половые железы и половые клетки гонадотропного гормона, вырабатываемого в гипофизе и отчасти в эпифизе. Собственно половые гормоны вырабатываются интерстециальной тканью гонад. Под влиянием экологических факторов внешней среды (включая климатические, гидрохимические, гидрологические и т. п.), которые можно объединить термином «нерестовая обстановка», в организме рыбы происходит целый ряд сложных преобразований. В половых железах завершаются последние этапы созревания половых клеток, а сама рыба переходит в нерестовое состояние и приступает к размножению.
Гонадотропный гормон гипофиза действует не прямо на ооциты, а на фолликулярные клетки, побуждая последние к выработке веществ, которые стимулируют созревание и овуляцию ооцитов. Вызвать описанную цепь реакций в нужные сроки как раз призвана гормонотерапия. Наибольшее распространение получила методика гипофизарных инъекций. Благодаря тому, что и в природных условиях, и при искусственной стимуляции на созревание рыб действует одно и то же вещество, использование гипофизарных инъекций не вызывает нарушений в ходе созревания половых клеток у рыб.
Гонадотропный гормон гипофиза, обладая очень узкой зоной воздействия, не вызывает патологических изменений в гонадах, не достигших определенной степени зрелости.
При заготовке гипофи зов следует руководствоваться следующими правилами:
1. Лучше всего для заготовки гипофизов использовать живую рыбу (в крайнем случае пролежавшую в тени на воздухе не более 3 ч). Возможно применение гипофизов также от замороженной океанической рыбы.
2. Нельзя проводить заготовку гипофизов от неполовозрелых или старых рыб, а также от рыб сразу после нереста.
3. Оптимальный период заготовки гипофизов в природе - преднерестовая концентрация рыб.
4. Ввиду того что таксономическая специфичность гонадотропного гормона гипофиза требует дальнейшего изучения, собирать гипофизы следует в отдельные емкости строго по семействам, а лучше по видам.
Извлеченные гипофизы трехкратно обрабатывают химически чистым ацетоном: 1 ч, 12 ч, 8 ч. Возможна и двукратная обработка (10 ч и 8 ч). На один объем гипофизов приходится 10 объемов ацетона, после чего гипофизы высушивают при комнатной температуре в тени на фильтровальной бумаге.
 
Хранить гипофизы следует переложенными ватой в герметически закрытой темной посуде. Недопустимо нахождение гипофизов на открытом воздухе при высокой влажности и на солнце. Некондиционные гипофизы имеют буроватые (кровяные, слизистые и т. д.) вкрапления, легко крошатся. Оптимальный цвет правильно приготовленных гипофизов сахарнобелый. Ацетонированные гипофизы пригодны к употреблению в течение 2 лет, чаще - одного сезона. Максимальный срок сохранности до 6 лет, но при этом физиологическая активность действующего начала просроченных гипофизов резко снижается.
Для инъекций в практической работе можно пользоваться также свежими гипофизами, растертыми до тонкой взвеси в физиологическом растворе химически чистой поваренной соли (6 г/л). Кроме того, есть данные о применении солевых и спиртовых экстрактов гипофизов. К суспензии гипофиза для дезинфекции полезно добавить леворин, полимиксин, мономицин (100 ед./мл) и др.
В зависимости от способа приготовления гипофиза и индивидуальности производителя стимуляцию рыб ведут дозами от 2 до 20 мг/кг массы рыб. Обычно производителям делают две инъекции: предварительную (третьючетвертую часть от разрешающей) и разрешающую, с интервалом 6-24 ч. Самцам в отличие от самок бывает достаточно одной обработки половинным количеством гипофизарной суспензии, которая способна вызвать активный сперматогенез. Ввиду неодинаковости действия гонадотропина гипофиза на рыб, изза видовой специфичности, а также состояния инъецируемых особей (2-3я стадия зрелости гонад) количество и кратность введения препарата могут варьировать.
Быстрый успех гормональной стимуляции в значительной степени зависит от соблюдения сроков обработки рыб. Полноценное разнообразное кормление, создание комфортных условий содержания обеспечивают нормальную подготовку производителей. Благодаря ранним дробным (т. е. многократным обработкам мелкими дозами) гипофизарным инъекциям удается форсировать наступление половой зрелости. Например, мозамбикская тиляпия созревает уже в 4 месяца; эффективная доза-0,5-1 мг н 100 г массы рыб. Для инъекций рыбам чаще использу малоемкие шприцы (от 0,5 до 1 мл) тонкие длинные иглы, так как последние меньше повреждают кожу и позволяют ввести суспензию глубже в ткань.
Для инъекций выбирают следующие точки:
1. Мышцы спины в первой трети тела, выше боковой линии, но несколько ниже снования спинного плавника, на уровне первых лучей.
2. Брюшную полость, в районе брюшных плавников; отсутствие спазмы мышц позволяет усвоиться почти всей порции гормона, но технически этот укол сложнее.
Иглу вводят под острым углом под чешую. Место укола после удаления иглы в первом случае (в мышцы спины), если возможно, зажимают пальцем во избежание вытекания суспензии и слегка массируют. Отверстие закупоривается слизью, вследствие чего гормон не вытекает, частично снимается мышечный спазм.
При инъекции недоброкачественного гипофиза, а также при передозировке препарата на теле рыб в месте укола образуется язва, которая, как правило, ведет к некротическим изменениям в тканях и гибели рыб.
 
В международной практике для ускорения процессов созревания рыб используют также следующие эндокринные препараты: - сыворотка крови жеребых кобыл (СЖК). Действующим началом является глюкопротеид: доза 1500-300 м. ед. (международная единица) на 1 кг массы рыб; - гравидан (стерилизованная моча беременных женщин): доза 10-50 м. ед. действующего вещества (продана); - пилокарпин (парасимпатикотропное вещество): доза 0,5-1,0 мл 0,001%ного раствора (двукратная обработка); - лейкоцитарные вещества (пептон и др.) в комбинации с гипофизом: доза 0,5 мл 10%ного раствора в брюшную полость: - кломифенцитрат: доза 1-10 мкг на 1 кг массы рыб; - гестагенные препараты (эугином, гестофорин, коэрвонум и др.): доза 0,5 мг на 1 кг массы рыб (в течение 5-12 дней); - сульфат меди: 0,05-0,5%ный водный раствор (двукратная обработка) или 0,5 мл на 1 кг массы рыб; - метапирон: доза 1 мг на 1 кг массы рыб; - синахорин (гонадотропный гормон): доза 2-3 тыс. м. ед. на 1 кг массы рыб (до 3 раз); - кортикостерон: доза 53-225 мг на 1 кг массы рыб; - ацетат меди: доза 50 мкг на 1 кг массы рыб (многократные внутримышечные инъекции); - суспензия асфальта: доза 12,5 мкг на I кг массы рыб; - хорионический гонадотропин или хориогонин: доза 50-100 м. ед. на 50 г массы рыб (многократные инъекции); - комплексная инъекция: доза 2 мг гипофиза, 0,5-1 мг нитрата стрихнина, витаминов B1 (2-4 мг), С (5 мг), 0,5 мл 40%ного раствора глюкозы на 1 кг массы рыб; - ЛГ (лютеотропный гормон): доза 1-3,5 мг на 1 кг массы рыб; - ФСГ (фолликулостимулируюший гормон): доза 0,5-1,5 мг на 1 кг массы рыб- люлибирин или гонадолибирин: доза 0,5-2.5 мг на 1 кг массы рыб; - диригистран, или рецептал: доза 25 мкг/кг; - прогестерон: доза 1 мг на 1 кг массы рыб; - кортизол: доза 65-225 мг на 1 кг массы рыб; - крезацин (кремнийорганический стимулятор созревания рыб), добавление в воду (1-5 мг/л).
Правильно подготовленным производителям в большинстве случаев достаточно двух инъекций с интервалом 6- 24 ч; у хоплиас, прохилодов и астианаксов нерестовое поведение регистрируют после гипофизарной инъекции (0,5- 2 шт. ацетонированных гипофизов на 1 экз.) через 5-7 ч.
Для созревания крупных рыб, находящихся на ранних стадиях развития гонад, следует проводить несколько (5-10) сеансов инъекций (50 м. ед.) через 48- 72 ч. При инкубации оплодотворенной икры (после отлова производителей) в нерестовом аквариуме необходимо строго поддерживать оптимальный световой, температурный и газовый режим воды (недопустимы скачки температуры и наличие обескислороженных зон).
При разведении рыб очень важно, чтобы карбонатная жесткость не превышала один градус. В противном случае наблюдаются массовые уродства, водянка желточного мешка у личинок, большой отход икры и т. д.
Хранить гипофизы следует переложенными ватой в герметически закрытой темной посуде. Недопустимо нахождение гипофизов на открытом воздухе при высокой влажности и на солнце. Некондиционные гипофизы имеют буроватые (кровяные, слизистые и т. д.) вкрапления, легко крошатся. Оптимальный цвет правильно приготовленных гипофизов сахарнобелый. Ацетонированные гипофизы пригодны к употреблению в течение 2 лет, чаще - одного сезона. Максимальный срок сохранности до 6 лет, но при этом физиологическая активность действующего начала просроченных гипофизов резко снижается.
Для инъекций в практической работе можно пользоваться также свежими гипофизами, растертыми до тонкой взвеси в физиологическом растворе химически чистой поваренной соли (6 г/л). Кроме того, есть данные о применении солевых и спиртовых экстрактов гипофизов. К суспензии гипофиза для дезинфекции полезно добавить леворин, полимиксин, мономицин (100 ед./мл) и др.
В зависимости от способа приготовления гипофиза и индивидуальности производителя стимуляцию рыб ведут дозами от 2 до 20 мг/кг массы рыб. Обычно производителям делают две инъекции: предварительную (третьючетвертую часть от разрешающей) и разрешающую, с интервалом 6-24 ч. Самцам в отличие от самок бывает достаточно одной обработки половинным количеством гипофизарной суспензии, которая способна вызвать активный сперматогенез. Ввиду неодинаковости действия гонадотропина гипофиза на рыб, изза видовой специфичности, а также состояния инъецируемых особей (2-3я стадия зрелости гонад) количество и кратность введения препарата могут варьировать.
 
Быстрый успех гормональной стимуляции в значительной степени зависит от соблюдения сроков обработки рыб. Полноценное разнообразное кормление, создание комфортных условий содержания обеспечивают нормальную подготовку производителей. Благодаря ранним дробным (т. е. многократным обработкам мелкими дозами) гипофизарным инъекциям удается форсировать наступление половой зрелости. Например, мозамбикская тиляпия созревает уже в 4 месяца; эффективная доза-0,5-1 мг н 100 г массы рыб. Для инъекций рыбам чаще использу малоемкие шприцы (от 0,5 до 1 мл) тонкие длинные иглы, так как последние меньше повреждают кожу и позволяют ввести суспензию глубже в ткань.
Для инъекций выбирают следующие точки:
1. Мышцы спины в первой трети тела, выше боковой линии, но несколько ниже снования спинного плавника, на уровне первых лучей.
2. Брюшную полость, в районе брюшных плавников; отсутствие спазмы мышц позволяет усвоиться почти всей порции гормона, но технически этот укол сложнее.
Иглу вводят под острым углом под чешую. Место укола после удаления иглы в первом случае (в мышцы спины), если возможно, зажимают пальцем во избежание вытекания суспензии и слегка массируют. Отверстие закупоривается слизью, вследствие чего гормон не вытекает, частично снимается мышечный спазм.
При инъекции недоброкачественного гипофиза, а также при передозировке препарата на теле рыб в месте укола образуется язва, которая, как правило, ведет к некротическим изменениям в тканях и гибели рыб.
В международной практике для ускорения процессов созревания рыб используют также следующие эндокринные препараты: - сыворотка крови жеребых кобыл (СЖК). Действующим началом является глюкопротеид: доза 1500-300 м. ед. (международная единица) на 1 кг массы рыб; - гравидан (стерилизованная моча беременных женщин): доза 10-50 м. ед. действующего вещества (продана); - пилокарпин (парасимпатикотропное вещество): доза 0,5-1,0 мл 0,001%ного раствора (двукратная обработка); - лейкоцитарные вещества (пептон и др.) в комбинации с гипофизом: доза 0,5 мл 10%ного раствора в брюшную полость: - кломифенцитрат: доза 1-10 мкг на 1 кг массы рыб; - гестагенные препараты (эугином, гестофорин, коэрвонум и др.): доза 0,5 мг на 1 кг массы рыб (в течение 5-12 дней); - сульфат меди: 0,05-0,5%ный водный раствор (двукратная обработка) или 0,5 мл на 1 кг массы рыб; - метапирон: доза 1 мг на 1 кг массы рыб; - синахорин (гонадотропный гормон): доза 2-3 тыс. м. ед. на 1 кг массы рыб (до 3 раз); - кортикостерон: доза 53-225 мг на 1 кг массы рыб; - ацетат меди: доза 50 мкг на 1 кг массы рыб (многократные внутримышечные инъекции); - суспензия асфальта: доза 12,5 мкг на I кг массы рыб; - хорионический гонадотропин или хориогонин: доза 50-100 м. ед. на 50 г массы рыб (многократные инъекции); - комплексная инъекция: доза 2 мг гипофиза, 0,5-1 мг нитрата стрихнина, витаминов B1 (2-4 мг), С (5 мг), 0,5 мл 40%ного раствора глюкозы на 1 кг массы рыб; - ЛГ (лютеотропный гормон): доза 1-3,5 мг на 1 кг массы рыб; - ФСГ (фолликулостимулируюший гормон): доза 0,5-1,5 мг на 1 кг массы рыб- люлибирин или гонадолибирин: доза 0,5-2.5 мг на 1 кг массы рыб; - диригистран, или рецептал: доза 25 мкг/кг; - прогестерон: доза 1 мг на 1 кг массы рыб; - кортизол: доза 65-225 мг на 1 кг массы рыб; - крезацин (кремнийорганический стимулятор созревания рыб), добавление в воду (1-5 мг/л).
Правильно подготовленным производителям в большинстве случаев достаточно двух инъекций с интервалом 6- 24 ч; у хоплиас, прохилодов и астианаксов нерестовое поведение регистрируют после гипофизарной инъекции (0,5- 2 шт. ацетонированных гипофизов на 1 экз.) через 5-7 ч.
Для созревания крупных рыб, находящихся на ранних стадиях развития гонад, следует проводить несколько (5-10) сеансов инъекций (50 м. ед.) через 48- 72 ч. При инкубации оплодотворенной икры (после отлова производителей) в нерестовом аквариуме необходимо строго поддерживать оптимальный световой, температурный и газовый режим воды (недопустимы скачки температуры и наличие обескислороженных зон).
При разведении рыб очень важно, чтобы карбонатная жесткость не превышала один градус. В противном случае наблюдаются массовые уродства, водянка желточного мешка у личинок, большой отход икры и т. д.
 
Не очень понял, где повтор. Уточни пожалуйста
 
Я раннее писал о гвоздичном масле.
 
Kazantsev, уберите повтор, а так информация хорошая, особенно по другим препаратам, но насколько я понял они применяются больше в аквариумах, а непосредственно для рыбоводства промышленного какие препараты можно использовать
 
Четвертое сообщение с 5-го абзаца.
На растительноядных очень нравилось работать с хореогонином - более точноя дозировка, меньше тромбозов и без некрозов.
 
Информация дублируется, но это не повтор
 
Результаты опытов 1986-1987 гг. показали, что эффективность действия аналогов люлиберина может зависеть от условий содержания рыб до инъекций. Поэтому в 1988 г. была проведена серия опытов с целью более детального изучения этого феномена. Вьюны были разделены на четыре партии, которые начиная с 1 февраля содержали в 100-литровых аквариумах при различных режимах температуры и освещения:
1) низкая температура (6-7 °С) и постоянное освещение;
2) низкая температура (6-7 °С) и постоянная темнота;
3) высокая температура (20-21 °С) и постоянное освещение;
4) высокая температура (20-21 °С) и постоянная темнота.
Освещение аквариумов производили лампами дневного света мощностью 20 Вт, помещенными на расстоянии 40 см от поверхности воды.
15 февраля, после двух недель выдерживания при различных режимах, вьюнам были сделаны инъекции аналогов люлиберина. После инъекций рыбы из всех партий содержались при температуре воды 15-16°.
Наиболее показателен опыт с инъекцией а-ЛГРГ: овуляция произошла лишь в тех группах, где рыба предварительно выдерживалась при высокой температуре, причем созревание имело место через двое суток. Овуляция икры под действием инъекций сурфагона происходила во всех партиях, хотя и в этом случае вьюны, предварительно выдержанные при высокой температуре, созревали более эффективно, чем выдержанные при низкой (70% против 30). Длительность созревания составляла двое-трое суток. Различия между группами с разным режимом освещения, по-видимому, носили случайный характер, поскольку при повторении опыта 1 марта (четыре недели выдерживания при различных режимах) с использованием более низкой дозы сурфагона не подтвердились. Длительность созревания в этом случае составляла трое-четверо суток. При введении самкам одновременно с сурфагоном 300 мкг резерпина овуляция икры произошла через двое суток в 100% случаев вне зависимости от условий предварительного выдерживания.
Вьюн Misgurnus fossilis является чрезвычайно неприхотливым и удобным для различного рода опытов лабораторным животным. В течение всей зимы, задолго до сезона размножения самки вьюнов стабильно созревают после инъекций гипофизарных препаратов [4]. Было интересно выяснить, возможно ли использование этих рыб для оценки активности синтетических аналогов люлиберина. Б.Ф. Гончарову [3] не удалось получить овуляцию икры у самок вьюна под действием сурфагона, что вполне объяснимо, поскольку этот автор вводил рыбам лишь один аналог без пимозида, резерпина или каких-либо других препаратов. В экспериментах на близкородственном виде – китайском вьюне Paramisgurnus dabrianus – были получены результаты, сходные с нашими [7, 8, 9] . Овуляция икры у самок этого вида после инъекций аналога люлиберина происходила чаще, если рыбам кроме аналогов вводили пимозид или резерпин. Аналогичные результаты были получены и на ряде других видов рыб [б, 11] и др.
 
Повышение эффективности действия аналогов люлиберина при совместном введении пимозида или резерпина объясняется механизмом нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции рыб. Одним из звеньев этого механизма является гонадотропин-релизинг ингибирующий фактор, роль которого, по-видимому, выполняет допамин [9]. Пимозид, резерпин и некоторые другие препараты, являясь антагонистами допамина, усиливают действие люлиберина и его аналогов. Как показали исследования, относительное значение допамина может быть различным у разных видов рыб: одни виды хорошо созревают под действием только одних аналогов люлиберина, у других антагонисты допамина усиливают действие аналогов, у третьих овуляция возможна только при совместном введении аналогов люлиберина и антагонистов допамина [3, 5, 6, 11 и др.]. На основании результатов наших опытов следует полагать, что у вьюна роль допамина в нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции относительно велика.
Большой интерес представляет отмеченное в опытах разнообразие длительности созревания самок вьюна после инъекций – от двух до четырех суток – в зависимости от дозировок аналога люлиберина, пимозида или резерпина. При использовании гипофизарных препаратов вариабельность длительности созревания у этого вида значительно ỳже [1].
Весьма любопытна также зависимость действия аналогов люлиберина от условий предынъекционного содержания вьюнов. В литературе есть указания на сезонные изменения гонадотропин-релизинг ингибирующей активности допамина у золотой рыбки [12]. Результаты наших опытов позволяют предполагать, что эти изменения, по крайней мере на определенных этапах годового цикла, могут контролироваться внешними факторами, в частности температурой воды.
В ы в о д ы
1. Синтетические аналоги люлиберина способны стимулировать овуляцию икры у самок вьюна.
2. Введение самкам вьюна пимозида или резерпина усиливает действие аналогов люлиберина.
3. Чувствительность самок вьюна к аналогам люлиберина зависит от температурных условий предынъекционного выдерживания рыб.
4. Длительность созревания вьюнов после инъекций аналогов люлиберина зависит от доз этих препаратов, а также от одновременно вводимых доз пимозида или резерпина.
Литература
1. Бурлаков А.Б. Гонадотропные гормоны гипофиза рыб и их таксономическая специфичность // Тр. ВНИРО. 1978. Т. 130. С. 17-25.
2. Гончаров Б.Ф. Опыт применения синтетических аналогов люлиберина для индукции созревания половых продуктов у осетровых // Осетровое хозяйство водоемов СССР: Всесоюзное совещание: Тез. докл. Астрахань, 1984. С. 94-95.
3. Гончаров Б.ф. Синтетический аналог люлиберина – новый перспективный стимулятор созревания половых продуктов осетровых рыб // Докл. АН СССР. 1984. Т. 276, № 4. С. 1002-1006.
4. Казанский Б.Н. , Нусенбаум Л.М. Вьюн как объект для определения гонадотропной активности препаратов гипофиза рыб // Тр. лаборатории основ рыбоводства. 1947. Т. I. С.111-120.
5. De Leeuw R. etc. Pimozide-LHRH-induced breeding of the african catfish, Clarias gariepinus (Burchell) // Aquaculture. 1985. V. 44, N 4. P. 295-302.
6. Kéri G. etc. Characterization of novel species specific GnRH analoge with can be used for the artificial propagation of fishes // Peptides. 1986. Berlin; New York. 1987. P. 513-516,
7. Lin H.-R. etc. Effects of reserpine and LHRH-A on secretory activity of gonadotrope and ovulation in female loach Paramisgurnus dabryanus // Acta Zool. Sin. 1985, V. 31. N 4. P. 313-316.
8. Lin H.-R. etc. The combined action of pimozide and LHRH-A highly effected ovulation induced spawning of loach (Paramisgurnus dabryanus) // J. Fish. Chin. 1985. V. 9. N 2. P.165-170.
9. Lin H.-R. etc. Effects of /D-Ala6, Pro9-NEt/-LHRH and catecholaminergic drugs on gonadotropin secretion and ovulation in the chinese loach (Paramisgurnus dabryanus) // Gen. and Comp. Endocrinol. 1986. V. 64. N 3. P. 389-395.
10. Shally A.V. etc. Evidence for peptide nature of LH- and FSH-releasing hormones // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1971. V. 42, N 1. P. 50-56.
11. Sokolowska M. Wplyw analogow LHRH raz pimozidu (antagonisty dopaminu) na sekrecje gonadotropiny i owulacje u karasia Carassius auratus L. // Zesz. Nauk. AR Krakowie. Rozpr. habilit. N 103. Krakow, 1986. P. 1-37.
12. Sokolowska M. etc. Seasonal effect of pimozide and desGly10 /D-Ala6 /-LHRH Ethylamide on gonadotrophin secretion in goldfish // Gen. and Comp. Endocrinol, 1985. V. 57. N 3. P. 472-479
 
Вопрос. А никто не слышал о стимуляции размножения раков или ракообразных?
 
уважаемые рыбоводы могли бы вы ответить на такой вопрос, в условиях УЗВ какого наиболее раннего времени получения икры(на оплодотворение) можно добиться
Добавлено (10.06.2009, 23:52)


уже имея ремонтно-​маточного стадо, наиболее раннее время года(месяц) получения икры
 
Faktor, какого вида рыбы
 
я как понял в моем прудике карпы сами по себе никогда размножаться не будут
 
рудик5203, А если размножатся, то в 15 м3 бетонного бассейна у малька нет шанса избежать поедания.
 
Это точно, вместо зоопланктона съедят
 
В своей брошуре о культивировании гигантской пресноводной креветки Сальников Н.Е. предлагает для стимуляции и синхронизации удаление глазного стебелька у самок. Я полагаю очень варварская процедура.
Страницы: 1
Читают тему (гостей: 1)